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Quelles sont les unités d'activité enzymatique ?

Quelles sont les unités d'activité enzymatique ?


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Je regardais ce graphique de l'activité de la peroxydase du navet et j'ai vu qu'ils utilisaient des unités de 1/sec pour l'activité enzymatique. Que représente intuitivement cette unité et comment est-elle calculée ?


Il s'agit du numéro de chiffre d'affaires (a.k.a kchat ou k2) d'une enzyme et est généralement calculé à l'aide de la cinétique de Michaelis-Menten. Passez au résumé à la fin si vous voulez une réponse simple. Si vous voulez une réponse plus complète, considérez l'équation chimique suivante :

[E] + [S] [ES] → [E] + [P]

Cela dit qu'une certaine concentration d'enzyme mélangée à une certaine concentration de substrat se combinera d'abord et formera un complexe en fonction de l'affinité de l'enzyme pour le substrat. Ensuite, le complexe enzymatique générera un produit en fonction de la capacité de l'enzyme à convertir l'état de transition en produit. Le K1 constante est la flèche se déplaçant de [E] + [S] → [ES] et le k-1 est la flèche se déplaçant de [ES] → [E] + [S] (ils s'opposent). Le K2 constante est la flèche se déplaçant de [ES] → [E] + [P].

Vo = [ES]k2

  • Vo - c'est la vitesse à laquelle le produit se forme, qui peut être mesuré.
  • [ES] - c'est la concentration des complexes enzyme-substrat.
  • k2 - c'est une valeur constante comparant les deux.

Cela peut également être exprimé en termes de taux maximum :

Vmax = [E]Tk2

  • Vmax - Vmax est le taux catalytique lorsque [E]T = [ES] (lorsque toute l'enzyme présente est liée au substrat/saturée).
  • [E]T - [E]T est la concentration totale en enzyme. [E]T = [E] + [ES].
  • k2 - le Kchat est la constante catalytique. C'est une constante indiquant à quelle vitesse une enzyme peut convertir des substrats en produits. On l'observe facilement par cette équation.

Sommaire

Alors k2 est essentiellement un indicateur de l'efficacité ou de la rapidité d'action d'une enzyme. Toutes les enzymes ne suivent pas la cinétique standard de Michaelis-Menten. Par exemple, les propriétés allostériques de certaines enzymes provoquent une courbe de saturation non linéaire. Pour cette raison, le numéro de chiffre d'affaires est communément appelé. Les unités du chiffre d'affaires de s-1 indiquez une molécule de produit par seconde, donc un taux de rotation de 3000 signifie que vous pouvez créer 3000 produits en 1 seconde à Vmax.


Quelle est la différence entre l'activité enzymatique et l'activité spécifique

Les différence principale entre l'activité enzymatique et l'activité spécifique est que l'activité enzymatique correspond aux moles de substrat converties par l'enzyme par unité de temps, tandis que l'activité spécifique correspond à l'activité de l'enzyme par milligramme d'enzyme totale. De plus, l'activité enzymatique mesure la quantité d'enzymes actives présentes dans une condition donnée, tandis que l'activité spécifique mesure la pureté de l'enzyme dans le mélange.

L'activité enzymatique et l'activité spécifique sont deux unités enzymatiques qui mesurent l'activité enzymatique. La mesure de l'activité enzymatique par dosages enzymatiques est importante pour l'étude de la cinétique enzymatique ainsi que de l'inhibition enzymatique.

Domaines clés couverts

Mots clés

Activité enzymatique, pureté enzymatique, unités enzymatiques, activité spécifique, concentration du substrat


La lipase agit sur les triacylglycérols et libère des acides gras. La détermination de son activité est calculée par titrage des acides gras libres.

Préparation du substrat

  • Une solution tampon contenant Na2HPO4/NaH2PO4 50 mM, pH=7, est préparée.
  • Ensuite, une émulsion d'huile d'olive (40 ml d'huile d'olive sont ajoutés à 60 ml de gomme arabique - solution émulsifiante 5%, p/v) est préparée et le mélange est homogénéisé dans un homogénéisateur de laboratoire.
  • Le substrat de l'enzyme est composé de 50 ml d'émulsion d'huile d'olive dans 45 ml de solution tampon.

Détermination de l'activité enzymatique

  • 0,5 ml de solution enzymatique brute est ajouté dans 9,5 ml de substrat.
  • Le mélange est incubé dans un agitateur pendant 1 h à T=28°C
  • Ceci est suivi d'un titrage du mélange avec une solution de NaOH 50 mM jusqu'à pH=9

Une unité d'activité de lipase est la quantité d'enzyme qui libère 1??mole d'acides gras en 1 h à T=28 °C.


Enzymes

Toutes les enzymes sont des protéines globulaires à structure tertiaire spécifique, qui catalysent les réactions métaboliques dans tous les organismes vivants. Cela signifie qu'ils accélèrent les réactions chimiques, mais ne sont pas "utilisés" dans le cadre de la réaction.

Les enzymes sont des molécules relativement grosses, constituées de centaines d'acides aminés qui sont responsables du maintien de la structure tertiaire spécifique de l'enzyme. Chaque enzyme a une forme de site actif spécifique, maintenue par la structure tertiaire globale spécifique. Par conséquent, la structure tertiaire ne doit pas être modifiée.

(b) indiquer que l'action enzymatique peut être intracellulaire ou extracellulaire

Une action enzymatique extracellulaire se produit à l'extérieur la cellule qui produit la protéine. Par exemple, certaines enzymes du système digestif sont extracellulaires car elles sont libérées des cellules qui les fabriquent, sur les aliments dans les espaces du système digestif.

Une action enzymatique intracellulaire se produit à l'intérieur la cellule, qui produit l'enzyme. Par exemple, certaines enzymes du système digestif se trouvent dans le cytoplasme des cellules ou sont attachées aux membranes cellulaires et la réaction a lieu à l'intérieur de la cellule.

(c) décrire, à l'aide de diagrammes, le mécanisme d'action des molécules enzymatiques, en se référant à la spécificité, au site actif, à l'hypothèse verrou et clé, à l'hypothèse d'ajustement induit, au complexe enzyme-substrat, au complexe enzyme-produit et à l'abaissement de l'activation énergie.

L'énergie d'activation est le niveau d'énergie minimum requis pour permettre à une réaction d'avoir lieu. Les enzymes agissent en abaissant l'énergie d'activation des réactions. Cela signifie que les réactions peuvent se dérouler rapidement à des températures bien inférieures au point d'ébullition, car moins d'énergie est requise pour la réaction.

(d) décrire et expliquer les effets du pH, de la température, de la concentration enzymatique et de la concentration du substrat sur l'activité enzymatique

(e) décrire comment les effets du pH, de la température, de la concentration enzymatique et de la concentration du substrat sur l'activité enzymatique peuvent être étudiés expérimentalement

(f) expliquer les effets des inhibiteurs compétitifs et non compétitifs sur le taux de réactions contrôlées par les enzymes, en se référant à la fois aux inhibiteurs réversibles et non réversibles

Un inhibiteur d'enzyme est une substance ou une molécule qui ralentit la vitesse d'une réaction contrôlée par une enzyme en affectant la molécule d'enzyme d'une manière ou d'une autre.

Les inhibiteurs réversibles sont des inhibiteurs qui se lient au site actif pendant une courte période puis s'en vont. L'élimination de l'inhibiteur du mélange réactif laisse les molécules enzymatiques inchangées.

Les inhibiteurs irréversibles sont des inhibiteurs qui se lient de façon permanente à la molécule d'enzyme. Toutes les molécules enzymatiques liées par des molécules inhibitrices sont efficacement dénaturées.

(g) expliquer l'importance des cofacteurs et des coenzymes dans les réactions enzymatiques contrôlées

Un cofacteur est toute substance qui doit être présente pour garantir que les réactions contrôlées par les enzymes puissent avoir lieu à la vitesse appropriée. Certains cofacteurs font partie des enzymes (groupes prothétiques) d'autres affectent l'enzyme de manière temporaire (coenzymes et cofacteurs ioniques inorganiques).

(h) indiquer que les poisons métaboliques peuvent être des inhibiteurs d'enzymes et décrire l'action d'un poison nommé

(i) déclarer que certains médicaments agissent en inhibant l'activité des enzymes


Brent Cornell


Divers facteurs peuvent affecter l'activité des enzymes, soit en affectant la fréquence des collisions enzyme-substrat, soit en affectant la capacité de l'enzyme et du substrat à interagir (par exemple, la dénaturation)

  • La température, le pH et la concentration du substrat influenceront tous le taux d'activité d'une enzyme

Température

  • Les basses températures entraînent une énergie thermique insuffisante pour que l'activation d'une réaction catalysée par une enzyme se produise
  • L'augmentation de la température augmentera la vitesse et le mouvement de l'enzyme et du substrat, entraînant une activité enzymatique plus élevée
  • En effet, une énergie cinétique plus élevée entraînera des collisions plus fréquentes entre les enzymes et les substrats.
  • À une température optimale (peut varier pour différentes enzymes), le taux d'activité enzymatique sera à son maximum
  • Des températures plus élevées entraîneront une diminution de la stabilité de l'enzyme, car l'énergie thermique perturbe les liaisons hydrogène de l'enzyme
  • Cela fait que l'enzyme (en particulier le site actif) perd sa forme, entraînant une perte d'activité (dénaturation)

L'effet de la température sur l'activité enzymatique

  • Changer le pH modifiera la charge de l'enzyme, qui à son tour modifiera la solubilité des protéines et la forme globale
  • Changer la forme ou la charge du site actif diminuera sa capacité à se lier au substrat, abrogeant la fonction enzymatique
  • Les enzymes ont un pH optimal (peut différer entre les enzymes) et le déplacement en dehors de cette plage diminue l'activité enzymatique

L'effet du pH sur l'activité enzymatique


Concentration du substrat

  • L'augmentation de la concentration de substrat augmentera l'activité d'une enzyme correspondante
  • Plus de substrats signifient qu'il y a un risque accru que l'enzyme et le substrat entrent en collision et réagissent au cours d'une période donnée
  • Après un certain point, le taux d'activité cessera d'augmenter indépendamment de toute nouvelle augmentation des niveaux de substrat
  • C'est parce que l'environnement est saturé de substrat et toutes les enzymes sont liées et réagissent (V max )

L'effet de la concentration du substrat sur l'activité enzymatique


Activité enzymatique

activité de diversion déficiente un diagnostic infirmier approuvé par la North American Nursing Diagnosis Association, défini comme l'expérience par une personne d'une diminution de la stimulation, de l'intérêt ou de l'engagement dans des activités récréatives ou de loisirs. Anciennement appelé déficit d'activité de diversion. Les causes possibles comprennent une hospitalisation prolongée ou une immobilité à domicile, des traitements fréquents et longs tels que la dialyse rénale et un environnement monotone et non stimulant. Le patient donne généralement des preuves subjectives que cette condition existe en verbalisant un sentiment d'ennui ou en exprimant le désir de faire quelque chose ou donne des preuves objectives en agissant déprimé ou agité.

Les interventions infirmières qui pourraient être appropriées pour le déficit d'activités de diversion comprennent des entretiens avec le patient pour évaluer la situation actuelle et pour aider à élaborer des plans d'activités qui procurent de l'intérêt et de la stimulation. Ces activités peuvent inclure de la musique, des jeux, de la lecture, des travaux manuels ou tout autre passe-temps apprécié par le patient. Les patients peuvent avoir besoin d'aide pour identifier les ressources disponibles et la motivation pour profiter des activités qu'ils proposent.


La quantité ou la concentration d'une enzyme peut être exprimée en quantités molaires, comme pour tout autre produit chimique, ou en termes d'activité en unités enzymatiques.

Activité enzymatique Modifier

Activité enzymatique = moles de substrat converties par unité de temps = vitesse × volume de réaction. L'activité enzymatique est une mesure de la quantité d'enzyme active présente et dépend donc des conditions, qui doit être précisé. L'unité SI est le katal, 1 katal = 1 mol s -1 , mais c'est une unité excessivement grande. Une valeur plus pratique et couramment utilisée est l'unité enzymatique (U) = 1 mol min -1 . 1 U correspond à 16,67 nanokatals. [1]

L'activité enzymatique telle qu'elle est indiquée dans le katal se réfère généralement à celle du substrat cible naturel supposé de l'enzyme. L'activité enzymatique peut également être donnée comme celle de certains substrats standardisés, comme la gélatine, puis mesurée en unités de digestion de gélatine (GDU), ou protéines de lait, puis mesurées en unités de coagulation du lait (MCU). Les unités GDU et MCU sont basées sur la vitesse à laquelle un gramme d'enzyme digère respectivement la gélatine ou les protéines du lait. 1 GDU équivaut à environ 1,5 MCU. [2]

Une quantité accrue de substrat augmentera la vitesse de réaction avec les enzymes, mais une fois passé un certain point, la vitesse de réaction se stabilisera car la quantité de sites actifs disponibles est restée constante.

Activité spécifique Modifier

L'activité spécifique d'une enzyme est une autre unité commune. C'est l'activité d'une enzyme par milligramme de protéine totale (exprimée en µmol min -1 mg -1 ). L'activité spécifique donne une mesure de la pureté de l'enzyme dans le mélange. Ce sont les micromoles de produit formées par une enzyme dans un laps de temps donné (minutes) dans des conditions données par milligramme de protéines totales. L'activité spécifique est égale à la vitesse de réaction multipliée par le volume de réaction divisé par la masse de protéine totale. L'unité SI est katal/kg, mais une unité plus pratique est μmol/mgmin.

L'activité spécifique est une mesure de processivité enzymatique (la capacité de l'enzyme à être traitée), à ​​une concentration de substrat spécifique (généralement saturante), et est généralement constante pour une enzyme pure.

Un processus de titrage sur site actif peut être effectué pour éliminer les erreurs résultant de différences dans les lots de culture et/ou d'enzymes mal repliées et de problèmes similaires. Il s'agit d'une mesure de la quantité d'enzyme active, calculée par ex. titrage de la quantité de sites actifs présents en employant un inhibiteur irréversible. L'activité spécifique doit alors être exprimée en µmol min -1 mg -1 d'enzyme active. Si le poids moléculaire de l'enzyme est connu, le chiffre d'affaires, ou μmol de produit par seconde par mol d'enzyme active, peut être calculé à partir de l'activité spécifique. Le chiffre d'affaires peut être visualisé comme le nombre de fois que chaque molécule d'enzyme effectue son cycle catalytique par seconde.

Terminologie associée Modifier

Les vitesse d'une réaction est la concentration de substrat disparaissant (ou produit fabriqué) par unité de temps (mol L -1 s -1 ).

Les % pureté est de 100 % × (activité spécifique de l'échantillon d'enzyme / activité spécifique de l'enzyme pure). L'échantillon impur a une activité spécifique plus faible car une partie de la masse n'est pas réellement une enzyme. Si l'activité spécifique d'une enzyme pure à 100 % est connue, un échantillon impur aura une activité spécifique plus faible, ce qui permettra de calculer la pureté et d'obtenir un résultat clair.

Tous les dosages enzymatiques mesurent soit la consommation de substrat, soit la production de produit au fil du temps. [3] Un grand nombre de méthodes différentes de mesure des concentrations de substrats et de produits existent et de nombreuses enzymes peuvent être dosées de plusieurs manières différentes. Les biochimistes étudient généralement les réactions catalysées par des enzymes à l'aide de quatre types d'expériences : [4]

  • Expériences de taux initiales. Lorsqu'une enzyme est mélangée avec un grand excès de substrat, l'intermédiaire enzyme-substrat s'accumule dans un transitoire initial rapide. [3] Ensuite, la réaction atteint une cinétique à l'état d'équilibre dans laquelle les intermédiaires de substrat enzymatique restent approximativement constants au fil du temps et la vitesse de réaction change relativement lentement. Les taux sont mesurés pendant une courte période après l'atteinte de l'état quasi-stationnaire, typiquement en surveillant l'accumulation de produit avec le temps. Du fait que les mesures sont effectuées sur une période très courte et à cause du grand excès de substrat, l'approximation que la quantité de substrat libre est approximativement égale à la quantité de substrat initial peut être faite. [5][6] L'expérience de vitesse initiale est la plus simple à réaliser et à analyser, étant relativement exempte de complications telles que la rétro-réaction et la dégradation enzymatique. C'est donc de loin le type d'expérience le plus couramment utilisé en cinétique enzymatique.
  • Expériences de courbe de progression. Dans ces expériences, les paramètres cinétiques sont déterminés à partir d'expressions des concentrations d'espèces en fonction du temps. La concentration du substrat ou du produit est enregistrée dans le temps après le transitoire rapide initial et pendant une période suffisamment longue pour permettre à la réaction d'approcher l'équilibre. Les expériences de courbe de progression ont été largement utilisées au début de la cinétique enzymatique, mais sont moins courantes maintenant.
  • Expériences de cinétique transitoire. Dans ces expériences, le comportement de la réaction est suivi pendant le transitoire rapide initial lorsque l'intermédiaire atteint la période de cinétique à l'état d'équilibre. Ces expériences sont plus difficiles à réaliser que l'une ou l'autre des deux classes ci-dessus car elles nécessitent des techniques spécialisées (telles que la photolyse flash de composés en cage) ou un mélange rapide (tel que le flux arrêté, le flux trempé ou le flux continu).
  • Expériences de relaxation. Dans ces expériences, un mélange à l'équilibre d'enzyme, de substrat et de produit est perturbé, par exemple par un saut de température, de pression ou de pH, et le retour à l'équilibre est surveillé. L'analyse de ces expériences nécessite la prise en compte de la réaction totalement réversible. De plus, les expériences de relaxation sont relativement insensibles aux détails mécanistes et ne sont donc généralement pas utilisées pour l'identification des mécanismes, bien qu'elles puissent l'être dans des conditions appropriées.

Les dosages enzymatiques peuvent être divisés en deux groupes selon leur méthode d'échantillonnage : dosages en continu, où le dosage donne une lecture continue de l'activité, et dosages discontinus, où des échantillons sont prélevés, la réaction est arrêtée puis la concentration de substrats/produits déterminée.

Les dosages continus sont les plus pratiques, avec un dosage donnant la vitesse de réaction sans autre travail nécessaire. Il existe de nombreux types de dosages en continu.

Spectrophotométrie Modifier

Dans les dosages spectrophotométriques, vous suivez le déroulement de la réaction en mesurant un changement dans la quantité de lumière absorbée par la solution de dosage. Si cette lumière est dans la région visible, vous pouvez réellement voir un changement dans la couleur du test, et ceux-ci sont appelés dosages colorimétriques. Le dosage MTT, un dosage redox utilisant un colorant tétrazolium comme substrat est un exemple de dosage colorimétrique.

La lumière UV est souvent utilisée, car les coenzymes communes NADH et NADPH absorbent la lumière UV sous leurs formes réduites, mais pas sous leurs formes oxydées. Une oxydoréductase utilisant le NADH comme substrat pourrait donc être dosée en suivant la diminution de l'absorbance UV à une longueur d'onde de 340 nm lorsqu'elle consomme la coenzyme. [7]

Dosages directs versus couplés

Même lorsque la réaction enzymatique n'entraîne pas de changement dans l'absorbance de la lumière, il peut toujours être possible d'utiliser un dosage spectrophotométrique pour l'enzyme en utilisant un dosage couplé. Ici, le produit d'une réaction est utilisé comme substrat d'une autre réaction facilement détectable. Par exemple, la figure 1 montre le dosage couplé de l'enzyme hexokinase, qui peut être dosé en couplant sa production de glucose-6-phosphate à la production de NADPH, en utilisant la glucose-6-phosphate déshydrogénase.

Fluorométrie Modifier

La fluorescence se produit lorsqu'une molécule émet de la lumière d'une longueur d'onde après avoir absorbé la lumière d'une longueur d'onde différente. Les dosages fluorométriques utilisent une différence dans la fluorescence du substrat par rapport au produit pour mesurer la réaction enzymatique. Ces dosages sont en général beaucoup plus sensibles que les dosages spectrophotométriques, mais peuvent souffrir d'interférences causées par les impuretés et l'instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu'ils sont exposés à la lumière.

Un exemple de ces dosages est à nouveau l'utilisation des coenzymes nucléotidiques NADH et NADPH. Ici, les formes réduites sont fluorescentes et les formes oxydées non fluorescentes. Les réactions d'oxydation peuvent donc être suivies d'une diminution de la fluorescence et les réactions de réduction d'une augmentation. [8] Des substrats synthétiques qui libèrent un colorant fluorescent dans une réaction catalysée par une enzyme sont également disponibles, tels que le 4-méthylumbelliferyl-β-D-galactoside pour doser la β-galactosidase ou le 4-méthylumbelliferyl-butyrate pour doser Candida rugosa lipase. [9]

Calorimétrique Modifier

La calorimétrie est la mesure de la chaleur dégagée ou absorbée par des réactions chimiques. Ces dosages sont très généraux, car de nombreuses réactions impliquent un certain changement de chaleur et avec l'utilisation d'un microcalorimètre, peu d'enzyme ou de substrat est nécessaire. Ces dosages peuvent être utilisés pour mesurer des réactions impossibles à doser autrement. [dix]

Chimioluminescent Modifier

La chimiluminescence est l'émission de lumière par une réaction chimique. Certaines réactions enzymatiques produisent de la lumière et celle-ci peut être mesurée pour détecter la formation de produit. Ces types de dosage peuvent être extrêmement sensibles, car la lumière produite peut être capturée par un film photographique pendant des jours ou des semaines, mais peut être difficile à quantifier, car toute la lumière libérée par une réaction ne sera pas détectée.

La détection de la peroxydase de raifort par chimiluminescence enzymatique (ECL) est une méthode courante de détection des anticorps en western blot. Un autre exemple est l'enzyme luciférase, que l'on trouve dans les lucioles et qui produit naturellement de la lumière à partir de son substrat, la luciférine.

Diffusion de la lumière Modifier

La diffusion statique de la lumière mesure le produit de la masse molaire moyenne en poids et de la concentration de macromolécules en solution. Étant donné une concentration totale fixe d'une ou plusieurs espèces au cours du temps de mesure, le signal de diffusion est une mesure directe de la masse molaire moyenne en poids de la solution, qui variera au fur et à mesure que des complexes se forment ou se dissocient. La mesure quantifie donc la stoechiométrie des complexes ainsi que la cinétique. Les dosages par diffusion de la lumière de la cinétique des protéines sont une technique très générale qui ne nécessite pas d'enzyme.

Thermophorèse microscopique Modifier

La thermophorèse microscopique (MST) [11] mesure la taille, la charge et l'entropie d'hydratation des molécules/substrats à l'équilibre. [12] Le mouvement thermophorétique d'un substrat marqué par fluorescence change de manière significative lorsqu'il est modifié par une enzyme. Cette activité enzymatique peut être mesurée avec une haute résolution temporelle en temps réel. [13] La consommation de matériel de la méthode MST tout optique est très faible, seulement 5 l de volume d'échantillon et une concentration d'enzyme de 10 nM sont nécessaires pour mesurer les constantes de vitesse enzymatique pour l'activité et l'inhibition. Le MST permet aux analystes de mesurer la modification de deux substrats différents à la fois (multiplexage) si les deux substrats sont marqués avec des fluorophores différents. Ainsi, des expériences de compétition de substrat peuvent être réalisées.

Les tests discontinus sont lorsque des échantillons sont prélevés à partir d'une réaction enzymatique à intervalles et la quantité de production de produit ou de consommation de substrat est mesurée dans ces échantillons.

Radiométrique Modifier

Les dosages radiométriques mesurent l'incorporation de radioactivité dans des substrats ou sa libération à partir de substrats. Les isotopes radioactifs les plus fréquemment utilisés dans ces dosages sont le 14 C, le 32 P, le 35 S et le 125 I. Les isotopes radioactifs pouvant permettre le marquage spécifique d'un seul atome d'un substrat, ces dosages sont à la fois extrêmement sensibles et spécifiques. Ils sont fréquemment utilisés en biochimie et sont souvent le seul moyen de mesurer une réaction spécifique dans des extraits bruts (les mélanges complexes d'enzymes produits lorsque vous lysez des cellules).

La radioactivité est habituellement mesurée dans ces procédures à l'aide d'un compteur à scintillation.

Édition chromatographique

Les dosages chromatographiques mesurent la formation de produit en séparant le mélange réactionnel en ses composants par chromatographie. Cela se fait généralement par chromatographie liquide à haute performance (HPLC), mais peut également utiliser la technique plus simple de la chromatographie sur couche mince. Bien que cette approche puisse nécessiter beaucoup de matériel, sa sensibilité peut être augmentée en marquant les substrats/produits avec une étiquette radioactive ou fluorescente. La sensibilité du test a également été augmentée en passant des protocoles à des instruments chromatographiques améliorés (par exemple, la chromatographie liquide à ultra-haute pression) qui fonctionnent à une pression de pompe quelques fois supérieure à celle des instruments HPLC (voir Chromatographie liquide haute performance#Pression de pompe). [14]

Plusieurs facteurs affectent le résultat du test et une revue récente résume les différents paramètres qui doivent être surveillés pour maintenir un test opérationnel. [15]


Nomenclature

Une enzyme n'interagira qu'avec un seul type de substance ou groupe de substances, appelé substrat, pour catalyser un certain type de réaction. En raison de cette spécificité, les enzymes ont souvent été nommées en ajoutant le suffixe "-ase" au nom du substrat (comme dans l'uréase, qui catalyse la dégradation de l'urée). Cependant, toutes les enzymes n'ont pas été nommées de cette manière, et pour faciliter la confusion entourant la nomenclature des enzymes, un système de classification a été développé en fonction du type de réaction que l'enzyme catalyse. Il existe six catégories principales et leurs réactions : (1) les oxydoréductases, qui interviennent dans le transfert d'électrons (2) les transférases, qui transfèrent un groupe chimique d'une substance à une autre (3) les hydrolases, qui clivent le substrat par absorption d'une molécule d'eau (hydrolyse) (4) lyases, qui forment des doubles liaisons en ajoutant ou en supprimant un groupe chimique (5) isomérases, qui transfèrent un groupe dans une molécule pour former un isomère et (6) ligases, ou synthétases, qui couplent la formation de divers liaisons chimiques à la rupture d'une liaison pyrophosphate dans l'adénosine triphosphate ou un nucléotide similaire.


Graphiques d'enzymes

L'énergie est l'une des « grandes idées » de la biologie AP et est également incluse dans les normes scientifiques de la prochaine génération. Les étudiants n'apprennent généralement pas les lois de thermodynamique jusqu'à ce qu'ils prennent la chimie de la physique. La plupart des livres de biologie ont un chapitre sur le métabolisme cellulaire, généralement près des chapitres sur la respiration cellulaire. Les étudiants débutants en biologie peuvent être dépassés si trop d'accent est mis sur les aspects chimiques des équations, mais j'ai découvert que même mon étudiant de première année peut saisir les concepts de base de enzymes, substrats et l'énergie d'activation d'une réaction. Une activité enzymatique populaire dans ma classe Intro Bio consiste à mettre du peroxyde d'hydrogène sur le foie et à observer les bulles, qui sont les produits.

Les cours de biologie AP doivent approfondir les vitesses de réaction et le fonctionnement des enzymes à des températures et à un pH optimaux. Pour ces cours, j'utilise la lactase comme enzyme de concentration pendant que les élèves explorent les propriétés des enzymes. HHMI dispose d'excellentes ressources sur l'évolution humaine et persistance de la lactase que j'inclus également dans l'unité.

Cette feuille de travail peut être utilisée en complément d'autres activités sur les enzymes, où les élèves examinent des graphiques montrant les propriétés des enzymes. Premièrement, ils marquent l'enzyme, le substrat, le site actif et les produits. Ensuite, ils voient un graphique montrant les changements d'énergie avec et sans enzyme, révélant comment les enzymes abaissent l'énergie d'activation. Les élèves examinent également un graphique montrant le pH optimal de pepsine et de lipase. Enfin, un graphique illustre comment inhibition compétitive et inhibition allostérique peut réduire la vitesse des réactions enzymatiques.


Sources d'enzymes

Achat d'enzymes
Le National Center for Biotechnology Education de l'Université de Reading au Royaume-Uni fournit une gamme de différentes enzymes digestives qui peuvent être utilisées pour des expériences. Les enzymes qu'ils utilisent sont : la savinase et l'alcalase (les deux protéases), le termamyl (amylase), la lipolase (lipase) et la celluzyme (cellulase).

Sources naturelles
Vous pouvez obtenir une activité de protéase à partir de produits naturels comme le kiwi et l'ananas. Nous vous suggérons d'écraser les fruits dans un tampon puis de les égoutter pour éliminer la pulpe des fruits. La solution filtrée contiendra une gamme de molécules cellulaires, y compris certaines protéases.

Une autre source naturelle d'enzymes digestives est le pancréas, qui peut être prélevé dans un abattoir et mélangé à un tampon.


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